poussières de sable du sahara et ?

[Bernard-J]

Bonjour,
Vous avez certainement vu ou entendu parler des poussières de sable du Sahara qui se sont déposées sur les voitures et autres surfaces en laissant une belle couleur ocre/rouge. C'était le 6 février et il y a eu une 2ème vague autour des 24-26 février. J'avais laissé une boîte de Pétri à l'extérieur afin de récolter ces dépôts. Et j'ai enfin pris le temps de faire quelques observations au MO.

Sables du 6. février : des grosses et moins grosses particules minérales,.. bon, pas grand chose d'autre à dire, à part qu'évidemment, c'était pas le jour à faire du jogging, la concentration en PM10 se situait entre 80-100 µg/m³.

sable_Sahara-6fév.jpg (163.47 Kio) Vu 3111 fois

Mais la deuxième vague fut plus surprenante, avec un dépôt évident mais peu visible parce que pas coloré, et la concentration des particules mesurées dans l'air encore plus élevée: PM10 = 100-130 µg/m³

air_26fév-1.jpg (116.17 Kio) Vu 3104 fois

Surprenant n'est-ce pas ? qu'est-ce ? je donne ma langue au chat. Je m'attendais éventuellement à du pollen, mais non,...

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... Et je viens d'observer une nouvelle boîte de Pétri déposée il y a 2-3 jours et ces cellules sont toujours présentes, ainsi que la pollution de l'air. Peut-être pourrez-vous les observer chez vous !

[Maraussan]

Bonjour,
doit-on comprendre que la structure globulaire (et donc vivante) vient d'émerger d'une forme de thèque ?
Cela me rappelle quelque-chose, mais quoi ??

[Bernard-J]

Bonjour Alain,
Merci pour ton retour.
Oui, c'est bien cela. Ces cellules sortent de thèques et il est possible que l'ajout d'eau fait gonfler ce "mucus" très vite, ce qui casse la coque. Evidemment, la boîte de Pétri contient la poussière sèche (très transparente dans ce cas, cela était bizarre parce que l'on nous annonçait un ciel rouge et il n'y a eu rien d'autre de visible que les brumes de la pollution habituelle). J'ai donc pris le matériel avec un petit pinceau mouillé pour faire la prép et j'imagine que les fragmentations des coques furent immédiates. Bon, tu viens de me donner l'idée d'essayer d'observer à sec.

thèque.jpg (78.98 Kio) Vu 2986 fois

A part cela, les cellules contiennent un bon gros noyau, visible par fluorescence après ajout de DAPI et l'on distingue encore une coque ouverte et floue sur ce cliché :

noyaux-DAPI.jpg (66.98 Kio) Vu 2984 fois

Pour le moment, ces trucs sont en incubation,mais cela m'étonnerait que je voie un développement. En tous les cas, ces cellules ne photosynthétisent pas. Je suis preneur pour toutes suggestions !

[6le20]

Bonjour Bernard et à tous !

Recherche intéressante.

En voyant tes images hier soir, j'ai spontanément pensé à des grains immature de pollen de Cupressaceae (Genevrier, Cyprés,...). La taille collerait, mais on devrais observer quelques grains avec l'étoile interne caractéristique des grains matures, ce qui n'est pas les cas dans tes images.

Peut-être une piste...

[Bernard-J]

Bonjour Sylvain,
J'ai aussi immédiatement pensé à du pollen, mais ce qui sort du pollen est normalement un tube germinatif et non ce type de cellule enrobée de substance hyaline.

En ce qui concerne la préparation à sec, j'observe bien des coques fermées.

thèques.jpg (114.79 Kio) Vu 2961 fois

[Daniel]

Les grains de pollen sont une première hypothèse.
Mais il devrait y avoir 2 ou 3 noyaux et l'enveloppe ne se casse pas comme cela.

Je ferais à ce stade l'hypothèse de minuscules oeufs d'organismes capables d'attendre en vie ralentie un retour de l'eau.
Mais il devrait y avoir des divisions cellulaires observables alors...

Autre hypothèse, une partie de cycle d'algues unicellulaires cf Chlamydomonas?

[Maraussan]

Pas de chloroplaste...
Comme un vague souvenir que le sujet fut traité il y a des années par le regretté Bernard aux chats.
L'observation à sec n'est pas adaptée.
As-tu du lactophénol ou de la glycérine phéniquée ? L'indice optique serait plus discriminateur.

[Bernard-J]

Merci pour vos retours !
J'ai essayé de filmer l'arrivée d'eau sur les cellules sèches placées entre lame et lamelle... Impossible, techniquement difficile et processus de l'ouverture des kystes trop rapide.
J'ai ensuite fait une prép avec un tampon glycériné (GDS). Dans ce cas, la viscosité empêche l'éloignement de la coque, qui reste proche de la cellule. Un pollen jaune en bas de la photo ?:

tampon_glycériné.jpg (81.67 Kio) Vu 2906 fois

La suggestion d'Alain était bonne, ci-dessous 2 clichés avec une prép au lactophénol-bleu coton:

lactophenol_bleuCoton.jpg (50.27 Kio) Vu 2910 fois

lactoph-bleuCoton-2.jpg (53.83 Kio) Vu 2911 fois

mais là, honnêtement, je ne sais plus trop ce que je vois,.. pollen ? Il ne s'agit probablement pas des kystes non éclaté,...je vais continuer d'investiguer demain...

[Maraussan]

Bonjour à tous,
les structures sont bien définies, identiques pour tous les spécimens, du type végétal.
Une coloration sélective au réactif d'Alexander serait peut-être utile...

Alexander staining
Note: The staining solution contains toxic chemicals. Handle it in the fume hood.
Reference: Alexander MP (1969): DIFFERENTIAL STAINING OF ABORTED AND NONABORTED POLLEN. Stain Technology 44:117-122.

A. Preparation of the Alexander staining solution
Add to a light protected bottle:
10 ml 96% ethanol
10 mg Malachite green (1 ml of 1% solution in 96% ethanol)
50 ml distilled water
25 ml glycerol
5 gm phenol
5 gm chloral hydrate;
50 mg acid fuchsin (5 ml of 1% solution in water)
5 mg Orange G (0.5 ml of 1% solution in water)
Glacial Acetic acid to the final concentration of 4%
Keep in dark.

B. Sample preparation
1. under a stereomicroscope dissect flower that is about to open (opened flowers are too old) and place it into a drop (20 μl) of Alexander staining solution on a microscopic slide. Note, do not use flowers from very young or very old inflorescences as those may have some problems with fertility.

2. Cut the flower in the bottom 1/3 with scalpel and remove all tissues except for anthers using fine forceps. If the pollen sac already opened use younger flower. Anthers from several flowers can be put on a single slide.

3. Cover with a coverslip and add more staining solution if needed. Seal with the rubber cement (Fixogum) to prevent evaporation.

4. Let stain for several hours (7-8 h). Incubation at 50°C for several hours makes the staining faster. Note: too much staining solution or too long incubation may result in higher background signal that makes evaluation of staining more difficult.

5. Inspect under the stereomicroscope. Red or pink color indicates viable pollen while the green one non-viable.


EDIT
Il existe une technique simplifiée, plus récente.
Peterson, A simplified method for differential staining of aborted and non-aborted pollen grains...

A simplified method for differential staining of aborted and non-aborted pollen grains.pdf

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[Bernard-J]

Merci pour vos suggestions !
Nous nous dirigeons vraisemblablement sur une solution "pollen"...
@Alain : je ne pense pas que cette autre coloration amènerait beaucoup plus.
@Sylvain: j'ai parcouru tes contributions plus attentivement et il me semble que les images de pollen de Juniperus que tu as montrées ressemblent furieusement à mes clichés.